Prelievo di sangue venoso

1 Il paziente deve essere digiuno da almeno 12 ore:
la lipemia interferisce con alcune metodiche o determina letture di assorbanza errate.

2 Il paziente deve essere il più possibile tranquillo:
alcuni parametri di laboratorio sono influenzati dall’attività fisica precedente il prelievo (CK, AST) e dallo stress (Glucosio, Cortisolo).

3 Identificare correttamente il materiale da utilizzare:
la mancanza d’identificazione del materiale che verrà inviato può causare problemi di riconoscimento al laboratorio. Prima del prelievo è INDISPENSABILE scrivere sulle provette il COGNOME del PROPRIETARIO ed eventualmente il nome dell’animale qualora ci fossero più soggetti appartenenti allo stesso proprietario.

4 Preparare il materiale per il prelievo:
questo è un aspetto essenziale per l’attuazione di un prelievo corretto al fine di ottimizzare la procedura in termini di tempo e qualità. Ricordatevi SEMPRE di compilare il nostro “MODULO RICHIESTA ESAMI” in ogni sua parte in modo leggibile, ci aiuterete ad identificare meglio i vostri campioni.

5 Emostasi:
si consiglia di effettuare un’emostasi dolce e di breve durata. Se si utilizza il laccio emostatico si suggerisce di mantenerlo in sede per meno di 2 minuti. In umana valide evidenze scientifiche indicano che la permanenza di un laccio emostatico da uno a tre minuti causa emoconcentrazione nel campione per spostamento di acqua e piccoli analiti fuori dal vaso con conseguenti variazioni clinicamente significative per proteine, emoglobina, fattori della coagulazione, calcio e farmaci veicolati dalle proteine.

6 Evitare accanimento se il prelievo è difficoltoso:
una larga parte dei campioni non idonei, soprattutto emolisati, è causata da prelievi difficoltosi.

7 Seguire l’ordine specifico di provette:
questo serve ad evitare la cross-contaminazione di additivi (anticoagulanti od attivatori della coagulazione).

• Provette contenenti sodio citrato (tappo rosa)
• Provette per siero (tappo rosso scuro)
• Provette contenenti litio-eparina
• Provette contenenti EDTA (tappo verde)

8 Riempire correttamente le provette:
una frequente causa di campioni non idonei è rappresentata dallo scorretto riempimento delle provette, sia in termini assoluti (CAMPIONE TROPPO SCARSO per essere processato), sia in termini relativi (errato rapporto tra sangue ed additivo soprattutto anticoagulante).

Ricordiamo che il rapporto anticoagulante/sangue per le provette con sodio citrato è 1:10.

9 Miscelare delicatamente le provette:
la corretta miscelazione tra sangue ed additivi (anticoagulante od attivatori della coagulazione) rappresenta uno degli aspetti più critici nella procedura del prelievo. La mancata o l’inefficiente miscelazione determina nei campioni in provette contenenti EDTA, sodio citrato o litio-eparina, un’incompleta anticoagulazione con conseguente formazione di coaguli, mentre nei campioni raccolti in provette contenenti attivatori della coagulazione un’incompleta attivazione con conseguente rischio di emolisi o formazione di frustoli di fibrina che possono interferire con gli esami. Si raccomanda di procedere alla sistematica miscelazione di tutte le provette immediatamente dopo il prelievo, mediante delicata inversione delle stesse per 6-8 volte. L’agitazione eccessiva può causare emolisi in vitro o formazione di schiuma.

10 Centrifugare e separare il siero/plasma:
per ottenere il siero è necessario lasciare la provetta a temperatura ambiente per almeno 30 minuti affinché avvenga la formazione del coagulo. A coagulazione completata, il campione dovrebbe essere centrifugato per almeno 10 minuti ad una velocità minima di 1500 x g.

Per ottenere plasma senza cellule occorre centrifugare il sangue anticoagulato subito dopo il prelievo per almeno 15 minuti ad una velocità di 2000 – 3000 x g. In caso di plasma citrato la provetta va mantenuta chiusa per evitare variazioni di pH legate alla perdita di CO2 che possono modificare l’attività dei fattori in analisi.

Subito dopo la centrifugazione sia il siero che il plasma devono essere separati dalla parte corpuscolata.

ATTENZIONE: per il plasma citrato si raccomanda di utilizzare SOLO materiale di plastica (polipropilene), MAI il vetro che è un attivatore della coagulazione.

11 Conservare il campione di siero/plasma:

Campione di siero: preferibile conservarlo a temperature di 4°C per un tempo massimo di 24 ore.
Il campione di plasma in sodio citrato può essere conservato a temperatura di 4°C e processato dopo 4 ore, oppure essere congelato a -20°C e mantenuto tale fino al momento del ritiro.Mediamente la conservazione a -20°C è di circa due settimane.
Campione di sangue intero in EDTA: preferibile conservarlo a 4 °C e processarlo prima possibile. In medicina veterinaria la stabilità dei componenti ematici è stata poco studiata. Un lavoro riporta aumenti significativi dell’ematocrito e del MCV e diminuzioni del MCHC dopo 12 ore in campioni di cani sani conservati sia a 4°C che a 24°C. I campioni conservati a 24°C per 48 ore mostravano variazioni morfologiche dei globuli rossi, una diminuzione della conta totale delle piastrine e dei globuli bianchi.

Gli interferenti analitici: emolisi, ittero e lipemia.

L’emolisi in vitro è un fenomeno complesso che dipende dalla TECNICA DEL PRELIEVO (accesso venoso difficile, tipo di ago utilizzato, stasi da laccio, applicazione di una pressione negativa da aspirazione con siringa) e dal TRATTAMENTO DEL CAMPIONE (esposizione a temperature calde o fredde, centrifugazione protratta ad alta velocità). Il campione è visibilmente emolitico quando l’emoglobina libera nel siero è maggiore di 0.3 g/l; questa determina, sui principali parametri biochimici, un’interferenza nella lettura spettrofotometrica che dipende dal grado di emolisi e dal metodo analitico. Il processo emolitico può influenzare significativamente i test di coagulazione attivando i fattori della coagulazione stessa.
Ittero e lipemia interferiscono con alcune metodiche o danno letture di assorbanze errate che pregiudicano la qualità e l’accettabilità del campione.